Krytyczna rola zewnątrzkomórkowej izomerazy dwusiarczku białka podczas tworzenia skrzepliny u myszy ad 5

Aby ustalić, czy PDI wpływa na gromadzenie się płytek krwi niezależnie od wpływu na koagulację i czy hamuje tworzenie fibryny niezależnie od jej wpływu na płytki krwi, zbadaliśmy odkładanie fibryny w Par4. /. mysz. Platelets od Par4. /. myszy nie reagują na trombinę (18). Chociaż początkowa akumulacja płytek po wywołanym laserem uszkodzeniu tętniczek u tych myszy, akumulacja płytek pozostaje minimalna (19). Stosując P-selektynę jako marker aktywacji płytek krwi, wykazaliśmy uprzednio w obserwacji in vivo, że płytki krwi w zakrzepowym zakręcie, które tworzą się w Par4a / l. myszy są aktywowane w modelu uszkodzenia laserowego dopiero po długim opóźnieniu, co sugeruje, że płytki krwi w obrębie zakrzepów kontaktowych nie mogą wspierać wytwarzania fibryny (19). Jednak odkładanie fibryny w Par4. /. Myszy są równoważne z myszami typu dzikiego po uszkodzeniu laserem, co sugeruje, że inna powierzchnia błony odpowiada za wspomaganie wytwarzania fibryny (19). Płytki krwi i fibrynę obrazowano jednocześnie po uszkodzeniu ściany naczynia w Par4. /. myszy w obecności lub nieobecności hamującego przeciwciała anty-PDI RL90. Hamowanie PDI eliminowało gromadzenie się fibryny w Par4. /. myszy (Figura 6, A i C), silnie sugerując, że PDI odgrywa niezbędną rolę w generowaniu trombiny w tym modelu. Zahamowanie PDI wyeliminowało również mały zakrzep krzyżowy powstały zwykle w Par4. /. myszy (Figura 6, A i B). Ponieważ zakrzep płytek płytek w Par4. /. myszy są niezależne od aktywacji płytek przez trombinę, wyniki te są zgodne z wpływem PDI na funkcję płytek krwi, który jest niezależny od jego wpływu na wytwarzanie trombiny. Figura 6 Hamowanie tworzenia fibryny przez hamujące przeciwciało przeciwko PDI w Par4. /. mysz. (A) Fibrynę znakowano specyficznym dla fibryny przeciwciałem skoniugowanym z Alexa Fluor 488, a płytki krwi znakowano fragmentami Fab przeciwciał anty-CD41 skoniugowanych z Alexa Fluor 647. Przebieg czasowy pojawiania się fluorescencji związanej z fibryną (zielony) i płytki krwi (czerwone) są pokazane ponad 250 s po uszkodzeniu ściany naczynia wywołanym laserem w Par4. /. myszy w kontekście histologii mikrokrążenia w polu jasnym. Hamujące monoklonalne przeciwciało anty-PDI RL90 (2 .g / g BW, kolumna 1) lub nieistotne dopasowanie izotypowe przeciwciała IgG2a (2 .g / g BW, kolumna 2) wlewa się do krążenia 5 minut przed uszkodzeniem. (B i C) Mediana zintegrowanej fluorescencji płytek (B) i mediana zintegrowanej fluorescencji fibryny (C) dla 24 skrzeplin w 3 Par4. /. myszy, którym podano infuzję nieistotnego przeciwciała IgG2a (krzywa 1) i 20 zakrzepów w 3 Par4a /. myszy, którym podano infuzję przeciwciała RL90 (krzywa 2), przedstawiono w funkcji czasu po uszkodzeniu ściany naczynia. Reprezentatywny binaryzowany obraz jest pokazany w A, a kompletne zbiory danych tego i wielu identycznych eksperymentów są przedstawione w B i C, które wykreślają zintegrowaną intensywność fluorescencji wszystkich pikseli w obrazie, niezależnie od ich intensywności, jako funkcji czasu. . Wpływ przeciwciał na PDI na czas krwawienia ogonowego. Przeprowadzono analizy czasów krwawienia ogonowego u myszy leczonych przeciwciałem monoklonalnym anty-PDI RL90 lub kontrolą dopasowaną pod względem izotypów, stosując 2 oddzielne punkty końcowe. Myszy traktowano 0,3, 1,0 lub 3 .g / g BW RL90 lub 3 .g / g BW nieistotnego przeciwciała monoklonalnego IgG2a. Krwawienie zmierzono przez przerwanie utraty krwi (Figura 7A) i przez oznaczenie ilościowej utraty hemoglobiny (Figura 7B). U myszy leczonych 3 .g / g BW RL90, średni czas krwawienia z ogona był znacznie dłuższy, a mediana utraty hemoglobiny była znacznie większa niż u myszy kontrolnych traktowanych 3 .g / g BW nieagresywnego przeciwciała IgG2a. Podczas gdy obserwowaliśmy hamowanie powstawania zakrzepów in vivo przy 2 niższych dawkach RL90 użytych w eksperymencie z krwawieniem z ogona, całkowite zahamowanie tworzenia skrzepów in vivo obserwowano tylko przy dawce 3,0- | ig / g BW (Figura 5). Figura 7 Wpływ przeciwciała PDI na czas krwawienia ogonowego. (A) Czas krwawienia ogonowego oznaczono jak opisano w Metodach następujących po infuzji 0,3, 1,0 lub 3 .g / g BW RL90 lub 3 .g / g BW dobranego pod względem izotypu przeciwciała kontrolnego IgG2a u 7, 7, 8 i 6 myszy. , odpowiednio. Dane wyrażono jako czas do ustania przepływu krwi przez więcej niż 10 sekund; poziome słupki oznaczają medianę czasu krwawienia ogonowego. Eksperyment zakończono 15 minut po cięciu ogonem. (B) Utratę krwi podczas eksperymentów z krwawieniem oceniano przez pomiar absorbancji przy 575 nm hemoglobiny (Hb) w soli fizjologicznej buforowanej fosforanem, w której zanurzono ogony. Poziome słupki oznaczają medianę czasu krwawienia w oparciu o absorbancję hemoglobiny dla każdej grupy zwierząt
[hasła pokrewne: bartoneloza, choroba duhringa zdjęcia, choroba dercuma ]